Eicosapentaensäure (EPA) – Definition, Synthese, Resorption, Transport und Verteilung

Eicosapentaensäure (EPA) ist eine langkettige (≥ 12 Kohlenstoff (C)-Atome), mehrfach ungesättigte (> 1 Doppelbindung) Fettsäure (engl.: PUFAs, Polyunsaturated fatty acids), die zur Gruppe der Omega-3-Fettsäuren (n-3-FS, erste Doppelbindung liegt – vom Methyl (CH₃)-Ende der Fettsäurekette aus gesehen – bei der dritten C-C-Bindung vor) gehört – C20:5; n-3 [1, 16, 19, 24, 29, 40, 42].

EPA kann sowohl über die Nahrung, vor allem durch Öle von fettreichen Meeresfischen, wie Makrele, Hering, Aal und Lachs, zugeführt als auch im menschlichen Organismus aus der essentiellen (lebensnotwendigen) n-3-FS alpha-Linolensäure (C18:3) synthetisiert (gebildet) werden [1, 15, 19, 24, 40, 42].

Synthese

Alpha-Linolensäure ist der Präkursor (Vorläufer) für die endogene (körpereigene) Synthese von EPA und gelangt ausschließlich über die Nahrung, hauptsächlich durch pflanzliche Öle, wie Lein-, Walnuss-, Raps- und Sojaöl, in den Körper [19, 45]. Durch Desaturierung (Einfügung von Doppelbindungen, wodurch aus einer gesättigten eine ungesättigte Verbindung wird) und Elongation (Verlängerung der Fettsäurekette um 2 C-Atome) wird alpha-Linolensäure im glatten endoplasmatischen Retikulum (strukturreiches Zellorganell mit einem Kanalsystem von Hohlräumen, die von Membranen umgeben sind) von Leukozyten (weiße Blutkörperchen) und Leberzellen zu EPA metabolisiert (verstoffwechselt) [1, 16, 19, 38, 42].

Die Umwandlung von alpha-Linolensäure zu EPA verläuft wie folgt [16, 19]

• Alpha-Linolensäure (C18:3) → C18:4 durch die delta-6-Desaturase (Enzym, das an der sechsten C-C-Bindung – vom Carboxyl (COOH)-Ende der Fettsäurekette aus gesehen – durch Übertragung von Elektronen eine Doppelbindung einfügt)
• C18:4 → C20:4 durch die Fettsäure-Elongase (Enzym, das Fettsäuren um einen C₂-Körper verlängert)
• C20:4 → Eicosapentaensäure (C20:5) durch die delta-5-Desaturase (Enzym, das an der fünften C-C-Bindung – vom Carboxyl (COOH)-Ende der Fettsäurekette aus gesehen – durch Übertragung von Elektronen eine Doppelbindung einfügt)

Frauen weisen im Vergleich zu Männern eine effektivere EPA-Synthese aus alpha-Linolensäure auf, was auf die Effekte des Östrogens zurückgeführt werden kann [8, 17]. Während gesunde junge Frauen etwa 21 % der alimentär (über die Nahrung) zugeführten alpha-Linolensäure zu EPA konvertieren [6], wird bei gesunden jungen Männern die alpha-Linolensäure aus der Nahrung nur zu etwa 8 % zu EPA umgewandelt [7].

Um die endogene Synthese der EPA gewährleisten zu können, ist eine ausreichende Aktivität sowohl der delta-6- als auch der delta-5-Desaturase erforderlich. Beide Desaturasen benötigen zur Aufrechterhaltung ihrer Funktion bestimmte Mikronährstoffe, insbesondere Pyridoxin (Vitamin B6), Biotin, Calcium, Magnesium und Zink. Ein Mangel an diesen Mikronährstoffen führt zur Verminderung der Desaturaseaktivität und in der Folge zu einer eingeschränkten EPA-Synthese [9, 18, 21, 24, 27, 34, 42, 43].

Neben einem Mikronährstoffmangel wird die Aktivität der delta-6-Desaturase auch durch folgende Faktoren gehemmt [19, 22, 23, 33]:

• Erhöhte Zufuhr gesättigter und ungesättigter Fettsäuren, wie Ölsäure (C18:1; n-9-FS) und Linolsäure (C18:2; n-6-FS) [9, 21]
• Alkoholkonsum in hohen Dosen und über einen längeren Zeitraum, chronischer Alkoholkonsum [41, 46]
• Erhöhter Cholesterinspiegel [3, 28]
• Insulinabhängiger Diabetes mellitus [5]
• Virusinfektionen [14]
• Stress – Ausschüttung lipolytischer Hormone, wie Adrenalin, das durch Stimulation der Triglyceridlipase zur Spaltung von Triglyceriden (TG, dreifache Ester des dreiwertigen Alkohols Glycerin mit drei Fettsäuren) und Freisetzung von gesättigten und ungesättigten Fettsäuren führt [31, 32]
• Altern [2, 11, 20, 39]

Die delta-6- und delta-5-Desaturase sowie die Fettsäure-Elongase sind neben der EPA-Synthese aus alpha-Linolensäure auch für die Umwandlung von Linolsäure (C18:2; n-6-FS) zu Arachidonsäure (C20:4; n-6-FS) beziehungsweise von Ölsäure (C18:1; n-9-FS) zu Eicosatriensäure (C20:3; n-9-FS) verantwortlich. Somit konkurrieren alpha-Linolensäure und Linolsäure bei der Synthese anderer biologisch wichtiger mehrfach ungesättigter Fettsäuren um die gleichen Enzymsysteme, wobei alpha-Linolensäure im Vergleich zur Linolsäure eine höhere Affinität (Bindungsstärke) zur delta-6-Desaturase aufweist. Wird beispielsweise mehr Linolsäure als alpha-Linolensäure über die Nahrung zugeführt, kommt es zu einer gesteigerten endogenen Synthese der proinflammatorischen (entzündungsfördernden) Omega-6-Fettsäure Arachidonsäure und zu einer verminderten körpereigenen Synthese der antiinflammatorisch (entzündungshemmend) wirksamen Omega-3-Fettsäure EPA [8, 16, 24, 36]. Dies verdeutlicht die Relevanz eines mengenmäßig ausgewogenen Verhältnisses von Linolsäure zu alpha-Linolensäure in der Nahrung [24, 36]. Nach der Deutschen Gesellschaft für Ernährung (DGE) sollte das Verhältnis von Omega-6- zu Omega-3-Fettsäuren der Nahrung im Sinne einer präventiv wirksamen Zusammensetzung 5:1 betragen [13, 16, 19, 24, 40, 42].

Die – der heutigen Ernährungsweise entsprechend – zu hohe Zufuhr von Linolsäure (durch Getreidekeimöle, Sonnenblumenöl, Pflanzen- und Diätmargarine etc.) und die suboptimale Enzymaktivität, insbesondere der delta-6-Desaturase aufgrund von häufig vorkommenden Mikronährstoffmängeln, Nährstoffinteraktionen, hormonellen Einflüssen etc., sind Ursache dafür, dass die EPA-Synthese aus alpha-Linolensäure beim Menschen nur sehr langsam und in einem geringen Ausmaß verläuft (durchschnittlich maximal 10 %), weshalb EPA aus heutiger Sicht als essentielle (lebensnotwendige) Verbindung angesehen wird [12, 15, 16, 19, 24, 29, 37]. Um die erforderliche Menge von 1 g EPA zu erreichen, ist die Aufnahme von etwa 20 g reiner alpha-Linolensäure – entsprechend circa 40 g Leinöl – notwendig. Diese Menge ist jedoch nicht praktikabel, was den Konsum von EPA-reichen Kaltwasserfischen, wie Hering und Makrele, (2 Fischmahlzeiten/Woche, entsprechend 30-40 g Fisch/Tag [13, 24]) beziehungsweise die direkte Gabe von EPA durch Fischölkapseln so bedeutsam macht. Nur eine EPA-reiche Ernährung gewährleistet optimale Konzentrationen dieser hochungesättigten Fettsäure im menschlichen Körper [15, 19, 20, 24].

Resorption

EPA kann in der Nahrung sowohl in freier Form als auch gebunden in Triglyceriden (TG, dreifache Ester des dreiwertigen Alkohols Glycerin mit drei Fettsäuren) und Phospholipiden (PL, phosphorhaltige, amphiphile Lipide als wesentliche Bestandteile von Zellmembranen) vorliegen, die im Gastrointestinaltrakt (Mund, Magen, Dünndarm) einem mechanischen und enzymatischen Abbau unterliegen. Durch die mechanische Dispersion – Kauvorgang, Magen- und Darmperistaltik – und unter Einwirkung der Galle werden die Nahrungslipide emulgiert und somit in kleine, für Lipasen (Enzyme, die von Lipiden freie Fettsäuren (FFS) abspalten → Lipolyse) angreifbare Öltröpfchen (0,1-0,2 µm) zerlegt. Prägastrische (Zungengrund, primär im frühen Säuglingsalter) und gastrische (Magen) Lipasen leiten die Spaltung der Triglyceride und Phospholipide (10-30 % der Nahrungslipide) ein. Die hauptsächliche Lipolyse (70-90 % der Fette) erfolgt jedoch im Duodenum (Zwölffingerdarm) und Jejunum (Leerdarm) unter Einwirkung von Esterasen aus dem Pankreas (Bauchspeicheldrüse), wie der Pankreaslipase, Carboxylester-Lipase und Phospholipase, deren Sekretion (Absonderung) durch Cholecystokinin (CCK, Peptidhormon des Magen-Darm-Traktes) stimuliert wird [1, 16, 19, 24, 29, 30]. Die aus der TG- und PL-Spaltung hervorgehenden Monoglyceride (MG, mit einer Fettsäure, wie EPA, veresteres Glycerin), Lyso-Phospholipide (mit einer Phosphorsäure veresteres Glycerin) und freien Fettsäuren, darunter EPA, vereinen sich im Dünndarmlumen gemeinsam mit anderen hydrolysierten Lipiden, wie Cholesterol, und Gallensäuren zu gemischten Micellen (kugelförmige Gebilde mit 3-10 nm Durchmesser, in denen die Lipidmoleküle so angeordnet sind, dass die wasserlöslichen Molekülanteile nach außen und die wasserunlöslichen Molekülanteile nach innen gekehrt sind) – Micellarphase zur Solubilisierung (Erhöhung der Löslichkeit) –, die die Aufnahme lipophiler (fettlöslicher) Substanzen in die Enterozyten (Zellen des Dünndarmepithels) des Duodenums und Jejunums ermöglichen [1, 16, 19, 24, 29].
Erkrankungen des Gastrointestinaltraktes, die mit einer erhöhten Säureproduktion einhergehen, wie das Zollinger-Ellison-Syndrom (vermehrte Synthese des Hormons Gastrin durch Tumoren in der Bauchspeicheldrüse oder im oberen Dünndarm), können zu einer gestörten Resorption von Lipidmolekülen und somit zu einer Steatorrhoe (pathologisch erhöhter Fettgehalt im Stuhl) führen, da die Tendenz zur Micellenbildung mit Abnahme des pH-Wertes im Darmlumen sinkt [24].

Die Fettabsorption beträgt unter physiologischen Bedingungen zwischen 85-95 % und kann durch zwei Mechanismen erfolgen. Einerseits können MG, Lyso-PL, Cholesterol und EPA aufgrund ihres lipophilen Charakters mittels passiver Diffusion durch die Phospholipid-Doppelmembran der Enterozyten gelangen, andererseits durch Beteiligung von Membranproteinen, wie FABP_pm (Fettsäure-bindendes Protein der Plasmamembran) und FAT (Fettsäure-Translocase), welche neben dem Dünndarm auch in anderen Geweben, wie Leber, Niere, Fettgewebe – Adipozyten (Fettzellen), Herz und Plazenta, vorhanden sind, um die Lipidaufnahme in die Zellen zu ermöglichen. Eine fettreiche Kost stimuliert die intrazelluläre (innerhalb der Zelle) Expression von FAT [19].

In den Enterozyten wird EPA, die als freie Fettsäure beziehungsweise in Form von Monoglyceriden inkorporiert (aufgenommen) und unter Einfluss intrazellulärer Lipasen freigesetzt wurde, an FABP_c (Fettsäure-bindendes Protein im Zytosol) gebunden, das eine höhere Affinität zu ungesättigten als zu gesättigten langkettigen Fettsäuren aufweist und insbesondere im Bürstensaum des Jejunums exprimiert (gebildet) wird. Die anschließende Aktivierung von proteingebundener EPA durch die Adenosintriphosphat (ATP)-abhängige Acyl-Coenzym A (CoA)-Synthetase (→ EPA-CoA) und Übertragung von EPA-CoA auf ACBP (Acyl-CoA-bindendes Protein), das als intrazellulärer Pool und Transporteur von aktivierten langkettigen Fettsäuren (Acyl-CoA) dient, ermöglicht die Resynthese von Triglyceriden und Phospholipiden im glatten endoplasmatischen Retikulum (reich verzweigtes Kanalsystem flächiger Hohlräume, das von Membranen umschlossen ist) einerseits und – durch Entfernung der Fettsäuren aus dem Diffusionsgleichgewicht – die Aufnahme weiterer Fettsäuren in die Enterozyten andererseits [1, 16, 19, 24]. Es folgt die Inkorporation der EPA-enthaltenden TG beziehungsweise PL in Chylomikronen (CM, Lipoproteine), die sich aus Lipiden – Triglyceride, Phospholipide, Cholesterin und -ester – und Apolipoproteinen (Proteinanteil von Lipoproteinen, Funktion als strukturelles Gerüst und/oder Erkennungs- und Andockmolekül, beispielsweise für Membranrezeptoren), wie Apo B48, AI und AIV, zusammensetzen und für den Transport der im Darm aufgenommenen Nahrungsfette zu peripheren Geweben und zur Leber zuständig sind [1, 19, 24]. Anstelle in Chylomikronen können die EPA-enthaltenden TG beziehungsweise PL auch in VLDL (very low density lipoproteins; fetthaltige Lipoproteine sehr geringer Dichte) eingelagert zu den Geweben transportiert werden. Der Abtransport absorbierter Nahrungslipide durch VLDL erfolgt insbesondere im Hungerzustand [1].

Die Reveresterung der Lipide in den Enterozyten und deren Einbau in Chylomikronen kann bei bestimmten Erkrankungen, wie bei Morbus Addison (Nebennierenrindeninsuffizienz) und gluteninduzierter Enteropathie (chronische Erkrankung der Dünndarmschleimhaut aufgrund einer Glutenunverträglichkeit) gestört sein, was eine verminderte Fettresorption und schließlich eine Steatorrhoe (pathologisch erhöhter Fettgehalt im Stuhl) zur Folge haben kann [24].

Transport und Verteilung

Die lipidreichen Chylomikronen (zu 80-90 % aus Triglyceriden bestehend) werden durch Exocytose (Stofftransport aus der Zelle) in die Zwischenräume der Enterozyten sezerniert (abgesondert) und über die Lymphe abtransportiert. Über den Truncus intestinalis (unpaarer Lymphsammelstamm der Bauchhöhle) und Ductus thoracicus (Lymphsammelstamm der Brusthöhle) gelangen die Chylomikronen in die Vena subclavia (Schlüsselbeinvene) beziehungsweise Vena jugularis (Halsader), die zur Vena brachiocephalica (linke Seite) zusammenfließen – Angulus venosus (Venenwinkel). Die Venae brachiocephalicae beider Seiten vereinen sich zur unpaaren Vena cava superior (obere Hohlvene), die in den rechten Herzvorhof mündet. Durch die Pumpkraft des Herzens werden die Chylomikronen in den peripheren Blutkreislauf eingebracht, wo sie eine Halbwertszeit (Zeit, in der sich ein exponentiell mit der Zeit abnehmender Wert halbiert hat) von etwa 30 Minuten aufweisen [1, 16, 19, 24, 35, 42].

Während des Transports zur Leber wird ein Großteil der Triglyceride aus den Chylomikronen unter Einwirkung der Lipoproteinlipase (LPL), die sich auf der Oberfläche von Endothelzellen der Blutkapillaren befindet, in Glycerin und freie Fettsäuren, darunter EPA, gespalten, die von peripheren Geweben, wie Muskulatur und Fettgewebe, teils über passive Diffusion, teils carriervermittelt – FABP_pm; FAT –, aufgenommen werden [1, 16, 19, 24]. Durch diesen Vorgang werden die Chylomikronen zu Chylomikronen-Remnants (CM-R, fettarme Chylomikronen-Restpartikel) abgebaut, die, vermittelt durch Apolipoprotein E (ApoE), an spezifische Rezeptoren der Leber binden. Die Aufnahme der CM-R in die Leber erfolgt mittels rezeptorvermittelter Endozytose (Einstülpungsvorgang der Zellmembran → Abschnürung CM-R-haltiger Vesikel (Endosomen, Zellorganellen) ins Zellinnere). Die CM-R-reichen Endosomen fusionieren im Zytosol der Leberzellen mit Lysosomen (Zellorganellen mit hydrolysierenden Enzymen), wodurch von den Lipiden in den CM-R freie Fettsäuren, darunter EPA, abgespalten werden. Nach Bindung der freigesetzten EPA an FABP_c, deren Aktivierung durch die ATP-abhängige Acyl-CoA-Synthetase und Übertragung von EPA-CoA auf ACBP kommt es zur Reveresterung von Triglyceriden und Phospholipiden. Die resynthetisierten Lipide können in der Leber weiter metabolisiert (verstoffwechselt) und/oder in VLDL (very low density lipoproteins; fetthaltige Lipoproteine sehr geringer Dichte) eingelagert werden, um durch diese über den Blutkreislauf zu extrahepatischen ("außerhalb der Leber") Geweben zu gelangen [16, 19, 24]. Indem im Blut zirkulierendes VLDL an periphere Zellen bindet, werden die Triglyceride durch Einwirkung der LPL gespalten und die dabei freiwerdenden Fettsäuren, darunter EPA, durch passive Diffusion beziehungsweise transmembrane Transportproteine, wie FABP_pm und FAT, internalisiert. Daraus resultiert der Katabolismus von VLDL zu IDL (intermediate density lipoproteins) und anschließend zu LDL (low density lipoproteins; cholesterinreiche Lipoproteine geringer Dichte), das periphere Gewebe mit Cholesterin versorgt [16, 19, 24].

In den Zellen der Zielgewebe, wie Blut, Leber, Gehirn, Herz und Haut, kann EPA – je nach Funktion und Bedarf der Zelle – in die Phospholipide der Zellmembranen sowie der Membranen von Zellorganellen, wie Mitochondrien ("Energiekraftwerke" der Zellen) und Lysosomen (Zellorganellen mit saurem pH-Wert und Verdauungsenzymen), eingebaut, als Ausgangssubstanz zur Synthese von antiinflammatorischen (entzündungshemmenden) Eicosanoiden (hormonähnliche Substanzen, die als Immunmodulatoren und Neurotransmitter wirken), wie Prostaglandine der Serie 3 und Leukotriene der Serie 5, verwendet beziehungsweise in Form von Triglyceriden gespeichert werden [1, 10, 19, 26, 29, 42, 44].
Zahlreiche Untersuchungen konnten zeigen, dass das Fettsäuremuster der Phospholipide in den Zellmembranen stark von der Fettsäurezusammensetzung der Nahrung abhängt. So bewirkt eine hohe EPA-Zufuhr eine Erhöhung des Anteils an EPA in den Phospholipiden der Plasmamembranen durch Verdrängung der Arachidonsäure und damit eine Erhöhung der Membranfluidität, was wiederum Auswirkungen auf Membran-Liganden-Interaktionen, Permeabilität (Durchlässigkeit), interzelluläre Interaktionen und Enzymaktivitäten hat [16].

Abbau

Der Katabolismus (Abbau) von Fettsäuren findet in allen Körperzellen statt und ist in den Mitochondrien ("Energiekraftwerke" der Zellen) lokalisiert. Ausgenommen sind Erythrozyten (rote Blutkörperchen), die keine Mitochondrien besitzen, sowie Nervenzellen, denen die fettsäureabbauenden Enzyme fehlen. Der Reaktionsablauf des Fettsäurekatabolismus wird auch als ß-Oxidation bezeichnet, da es zur Oxidation am ß-C-Atom der Fettsäuren kommt. In der ß-Oxidation werden die zuvor aktivierten Fettsäuren (Acyl-CoA) in einem Zyklus, der wiederholt durchlaufen wird, oxidativ zu mehreren Acetyl-CoA (aus 2 C-Atomen bestehende, aktivierte Essigsäure) abgebaut. Dabei wird Acyl-CoA pro "Durchlauf" um 2 C-Atome – entsprechend einem Acetyl-CoA – gekürzt [24, 25].

Im Gegensatz zu gesättigten Fettsäuren, deren Katabolismus entsprechend der ß-Oxidationsspirale erfolgt, unterliegen ungesättigte Fettsäuren, wie EPA, während ihres Abbaus – je nach Anzahl der Doppelbindungen – mehreren Umwandlungsreaktionen, da diese in der Natur cis-konfiguriert (beide Substituenten befinden sich auf der gleichen Seite der Referenzebene) sind, für die ß-Oxidation jedoch in trans-Konfiguration (beide Substituenten befinden sich auf entgegengesetzten Seiten der Referenzebene) vorliegen müssen [16, 25].

Um für die ß-Oxidation bereitgestellt werden zu können, muss die in Triglyceriden beziehungsweise Phospholipiden gebundene EPA zunächst durch hormonsensitive Lipasen freigesetzt werden. In Hunger- und Stresssituation findet dieser Vorgang (→ Lipolyse) aufgrund einer vermehrten Ausschüttung lipolytischer Hormone, wie Adrenalin, verstärkt statt. Die bei der Lipolyse freigesetzte EPA kann direkt in derselben Zelle oder auch in anderen Geweben, zu denen sie über die Blutbahn an Albumin gebunden gelangt, der ß-Oxidation zugeführt werden [16, 24, 25, 29]. Im Zytosol der Zellen wird EPA mittels der ATP-abhängigen Acyl-CoA-Synthetase aktiviert (→ EPA-CoA) und mit Hilfe von Carnitin, einem Rezeptormolekül für aktivierte langkettige Fettsäuren, durch die innere Mitochondrienmembran in die Mitochondrienmatrix transportiert [16, 25].

In der Mitochondrienmatrix wird EPA-CoA in die ß-Oxidation eingeschleust, deren Zyklus – wie folgt – einmal durchlaufen wird [16, 25]

•  Acyl-CoA → alpha-beta-trans-Enoyl-CoA (ungesättigte Verbindung) → L-beta-Hydroxyacyl-CoA → beta-Ketoacyl-CoA → Acyl-CoA (C_n-2)

Das Resultat ist eine um 2 C-Atome verkürzte EPA, die vor Eintritt in den nächsten Reaktionskreislauf an ihrer cis-Doppelbindung enzymatisch trans-konfiguriert werden muss. Da die erste Doppelbindung von EPA – vom COOH-Ende der Fettsäurekette aus gesehen – auf einem ungeradzahligen C-Atom lokalisiert ist (→ beta-gamma-cis-Enoyl-CoA), kommt es unter Einwirkung einer Isomerase direkt zur Isomerisierung zu alpha-beta-trans-Enoyl-CoA, das ein Zwischenprodukt der ß-Oxidation darstellt. Nach erneutem Durchlauf zweier ß-Oxidationszyklen und Verkürzung der Fettsäurekette um weitere 2 x 2 C-Atome erfolgt die trans-Konfiguration der nächsten cis-Doppelbindung der EPA, die sich – vom COOH-Ende der Fettsäurekette aus gesehen – auf einem geradzahligen C-Atom befindet (→ alpha-beta-cis-Enoyl-CoA). Dafür wird alpha-beta-cis-Enoyl-CoA durch eine Hydratase (Enzym, das H₂O in ein Molekül einlagert) zu D-beta-Hydroxyacyl-CoA hydratisiert und anschließend durch eine Epimerase (Enzym, das die asymmetrische Anordnung eines C-Atoms in einem Molekül verändert) zu L-beta-Hydroxyacyl-CoA isomerisiert. Letzteres kann als Zwischenprodukt der ß-Oxidation direkt in deren Reaktionskreislauf eingeschleust werden [16, 25].
Bis zum vollständigen Abbau der aktivierten EPA zu Acetyl-CoA sind 3 weitere Umwandlungsreaktionen (2 Isomerase-Reaktionen, 1 Hydratase-Epimerase-Reaktion) und 5 weitere ß-Oxidationszyklen notwendig, sodass insgesamt die ß-Oxidation 9-mal durchlaufen wird, 5 Umwandlungsreaktionen (3 Isomerase-, 2 Hydratase-Epimerase-Reaktionen) – entsprechend 5 vorhandener cis-Doppelbindungen – stattfinden und 10 Acetyl-CoA sowie reduzierte Coenzyme (9 NADH₂ und 4 FADH₂) gebildet werden [16, 25].
Die aus dem EPA-Katabolismus hervorgehenden Acetyl-CoA werden in den Citratzyklus eingebracht, in dem es zum oxidativen Abbau organischer Stoffe zum Zweck der Gewinnung reduzierter Coenzyme, wie NADH₂ und FADH₂, kommt, die gemeinsam mit den reduzierten Coenzymen aus der ß-Oxidation in der Atmungskette zur Synthese von ATP (Adenosintriphosphat, universelle Form unmittelbar verfügbarer Energie) genutzt werden [16, 24, 25].

Obwohl bei ungesättigten Fettsäuren während der ß-Oxidation Umwandlungsreaktionen (cis → trans) notwendig sind, konnte durch Ganzkörperanalysen an fettrei ernährten Ratten festgestellt werden, dass markierte ungesättigte Fettsäuren einen ähnlich schnellen Abbau wie gesättigte Fettsäuren aufweisen [16].

Ausscheidung

Unter physiologischen Bedingungen sollte die Fettausscheidung mit dem Stuhl bei einer Fettzufuhr von 100 g/Tag aufgrund der hohen Absorptionsrate (85-95 %) nicht mehr als 7 % betragen [16]. Ein Malassimilationssyndrom (beeinträchtigte Nährstoffausnutzung aufgrund einer verminderten Aufspaltung und/oder Absorption), beispielsweise durch eine mangelhafte Gallensäure- und Pankreassaftsekretion beziehungsweise durch Erkrankungen des Dünndarms, kann zur Reduktion der intestinalen Fettaufnahme und somit zu einer Steatorrhoe (pathologisch erhöhter Fettgehalt (> 7 %) im Stuhl) führen [16].

Literatur

1. Biesalski HK, Fürst P, Kasper H et al.: Ernährungsmedizin. Nach dem Curriculum Ernährungsmedizin der Bundesärztekammer. 3. Auflage. Georg Thieme Verlag, Stuttgart 2004
2. Bolton-Smith C, Woodward M, Tavendale R: Evidence for age-related differences in the fatty acid composition of human adipose tissue, independent of diet. Eur J Clin Nutr. 1997 Sep;51(9):619-24.
3. Brenner RR, Bernasconi AM, Gonzalez MS, Rimoldi OJ: Dietary cholesterol modulates delta6 and delta9 desaturase mRNAs and enzymatic activity in rats fed a low-eFA diet. Lipids. 2002 Apr;37(4):375-83
4. Brenner RR: Hormonal modulation of delta6 and delta5 desaturases: case of diabetes. Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids. 2003 Feb;68(2):151-62. Review.
5. Brenner RR, Rimoldi OJ, Lombardo YB, Gonzalez MS, Bernasconi AM, Chicco A, Basabe JC: Desaturase activities in rat model of insulin resistance induced by a sucrose-rich diet.Lipids. 2003 Jul;38(7):733-42.
6. Burdge GC, Wootton SA: Conversion of alpha-linolenic acid to eicosapentaenoic, docosapentaenoic and docosahexaenoic acids in young women. Br J Nutr. 2002 Oct;88(4):411-20.
7. Burdge GC, Jones AE, Wootton SA: Eicosapentaenoic and docosapentaenoic acids are the principal products of alpha-linolenic acid metabolism in young men. Br J Nutr. 2002 Oct;88(4):355-63.
8. Burdge G: Alpha-linolenic acid metabolism in men and women: nutritional and biological implications. Curr Opin Clin Nutr Metab Care. 2004 Mar;7(2):137-44.
9. Burton JL: Dietary fatty acids and inflammatory skin disease. Lancet 1989;(1): 27-31
10. Calder PC: Dietary modification of inflammation with lipids. Proc Nutr Soc. 2002 Aug;61(3):345-58.
11. Charnock JS: Gamma-linolenic acid provides additional protection against ventricular fibrillation in aged rats fed linoleic acid rich diets. Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids. 2000 Feb;62(2):129-34.
12. Cunnane SC: Problems with essential fatty acids: time for a new paradigm? Prog Lipid Res. 2003 Nov;42(6):544-68.
13. Deutsche Gesellschaft für Ernährung, Österreichische Gesellschaft für Ernährung, Schweizerische Gesellschaft für Ernährungsforschung, Schweizerische Vereinigung für Ernährung: Referenzwerte für die Nährstoffzufuhr. 5. Auflage. In: DGE/ÖGE/SGE/SVE. Umschau- Braus-Verlag, Frankfurt/Main (2013)
14. Das UN Auto-immunity and prostaglandins. Int J Tissue React. 1981 Jun;3(2):89-94
15. Dietl H, Ohlenschläger G: Handbuch der Orthomolekularen Medizin. Karl F. Haug Verlag, Stuttgart 2003
16. Elmadfa I, Leitzmann C: Ernährung des Menschen. 4. Auflage. Verlag Eugen Ulmer, Stuttgart 2004
17. Giltay EJ, Gooren LJ, Toorians AW et al.: Docosahexaenoic acid concentrations are higher in women than in men because of estrogenic effects. Am J Clin Nutr. 2004 Nov;80(5):1167-74.
18. Hahn A: Nahrungsergänzungsmittel. Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft mbH Stuttgart 2001
19. Hahn A, Ströhle A, Wolters M: Ernährung. Physiologische Grundlagen, Prävention, Therapie. Wissenschaftliche Verlagsgesellschaft mbH Stuttgart 2006
20. Hornych A, Oravec S, Girault F, Forette B, Horrobin DF: The effect of gamma-linolenic acid on plasma and membrane lipids and renal prostaglandin synthesis in older subjects. Bratisl Lek Listy. 2002;103(3):101-7
    
21. Horrobin DF: The importance of gamma-linolenic acid and prostaglandin E1 in human nutrition and medicine. J Holistic Med 1981;3:118-39
22. Horrobin DF, Manku M: How do polyunsaturated fatty acids lower plasma cholesterol levels? Lipids. 1983 Aug; 18(8):558-62.
23. Horrobin DF: Ideas in biomedical science: reasons for the foundation of Medical Hypotheses. Med Hypotheses. 2004; 62(1):3-4. No abstract available
24. Kasper H: Ernährungsmedizin und Diätetik. Urban und Schwarzenberg, München 1996
25. Königshoff M, Brandenburger T: Kurzlehrbuch Biochemie. Georg Thieme Verlag, Stuttgart 2004
26. Kris-Etherton PM, Harris WS, Appel J:  Fish consumption, fish oil, omega-3 fatty acids, and cardiovascular disease. Circulation. 2002 Nov 19;106(21):2747-57.
27. Leaf A, Kang JX, Xiao YF, Billman GE: N-3 fatty acids in the prevention of cardiac arrhythmias. Lipids 34 (Suppl): (1999):187-189
28. Lee JH, Ikeda I, Sugano M: Dietary cholesterol influences on various lipid indices and eicosanoid production in rats fed dietary fat desirable for the protection of ischemic heart disease. J Nutr Sci Vitaminol (Tokyo). 1991 Aug; 37(4):389-99.
29. Leitzmann C, Müller C. Michel P et al.: Ernährung in Prävention und Therapie. Hippokrates Verlag in MVS Medizinverlage Stuttgart GmbH & Co. KG (2005)
30. Lichtenstein AH, Jones PJ: Lipids: absorption and transport. In: Bowman BA, Russel RM, eds. Present Knowledge in Nutrition. 8th ed. ILSI Press; Washington D. C., 93-103 (2001)
31. Mandon EC, de Gomez Dumm IN, Brenner RR: Effect of epinephrine on the oxidative desaturation of fatty acids in the rat adrenal gland. Lipids. 1986 Jun;21(6):401-4.
32. Mandon EC, de Gomez Dumm IN, de Alaniz MJ, Marra CA, Brenner RR: ACTH depresses delta 6 and delta 5 desaturation activity in rat adrenal gland and liver. J Lipid Res. 1987 Dec;28(12):1377-83.
33. Manku MS: PLEFA welcomes our new Associate Editors. Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids. 2005 Nov;73(5):323-5. No abstract available.
34. Meydani SN: Effect of (n-3) polyunsaturated fatty acids on cytokine production and their biologic function. Nutrition. 1996 Jan;12(1 Suppl):S8-14.
35. Moll KJ, Moll M: Anatomie: Kurzlehrbuch zum Gegenstandskatalog 1. 18. Ausgabe. Elsevier, Urban & Fischer Verlag, München 2006
36. Mozaffarian D, Micha R, Wallace S: Effects on coronary heart disease of increasing polyunsaturated fat in place of saturated fat: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. PLoS Med; 7(3):e1000252 (2010). http://dx.doi.org/10.1371/journal.pmed.1000252
37. Muskiet FA, Fokkema MR, Schaafsma A et al.: Is docosahexaenoic acid (DHA) essential? Lessons from DHA status regulation, our ancient diet, epidemiology and randomized controlled trials. J. Nutr. January 1, 2004 vol. 134 no. 1 183-186
38. Nakamura MT, Nara TY: Structure, function, and dietary regulation of delta6, delta5, and delta9 desaturases. Annu Rev Nutr. 2004;24:345-76.
39. Narce M, Poisson JP: Age-related depletion of linoleic acid desaturation in liver microsomes from young spontaneously hypertensive rats. Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids. 1995 Jul;53(1):59-63.
    
40. Niestroj I: Praxis der Orthomolekularen Medizin. Hippokrates Verlag GmbH, Stuttgart 2000  
41. Pawlosky RJ, Salem NJ: Perspectives on alcohol consumption: liver polyunsaturated fatty acids and essential fatty acid metabolism. Alcohol. 2004 Aug;34(1):27-33.
    
42. Schmidt E, Schmidt N: Leitfaden Mikronährstoffe. Orthomolekulare Prävention und Therapie. 1. Auflage. Urban & Fischer Verlag, München 2004
43. Singer P: Was sind, wie wirken Omega-3-Fettsäuren? Umschau Zeitschriftenverlag. Frankfurt, Eschborn (1994)
44. Stillwell W, Wassall SR: Docosahexaenoic acid: membrane properties of a unique fatty acid. Chem Phys Lipids. 2003 Nov;126(1):1-27.
45. U.S. Department of Agriculture, Agricultural Research Service: USDA National Nutrient Database for Standard Reference, Release 21. 2008  Available at: http://www.nal.usda.gov/fnic/foodcomp/search/
46. Venkatesan S, Rideout JM, Simpson KJ: Microsomal delta 9, delta 6 and delta 5 desaturase activities and liver membrane fatty acid profiles in alcohol-fed rats. Biomed Chromatogr. 1990 Nov;4(6):234-8.